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Molécules, taille. Techniques chromatographie, dialyse, ultracentrifugation Techniques biochimiques de séparation basées sur le critère de la taille des molécules Le critère de la taille des molécules donne lieu aux techniques de: - Dialyse - Chromatographie d'exclusion - Ultracentrifugation La dialyse fait appel à l'utilisation de membranes semi-permeables permettant le passage de momécules de taille définie. La chromatographie d'exlusion (gel filtration) utilse souvent des sephadex de différentes catégories. Sephadex G25 est souvent utilisé pour éliminer les sels contenus dans des solutions. Etant de faible tailles, les sels sont élués dans les dernières fractions. Etant de faible taille, les petites molécules rentrent dans les mailles du gel sephadex et sont ainsi freinées dans leur parcours dans une colonne ( exercice sur chromatographie d'exclusion). La dialyse à l'équilibre est une technique biochimique qui expoite la taille des molécules. Elle est utilisée en enzymologie pour tester la fixation de faux substrats ou inhibiteurs sur le site actif des enzymes permettant ainsi de déterminer la constante d'association (binding constant).
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Comparer avec la masse molaire des molécules. En déduire une relation entre la masse molaire d'une molécule (représentant la « taille » d'une molécule) et sa vitesse d'élution lors d'une chromatographie de gel filtration. En s'appuyant sur la structure du gel Séphadex (voir état frais), proposer une explication à la relation proposée. Compléter le schéma d'observation de l'état frais du gel: tracer les parcours dans le gel d'une molécule de lactose (en rouge) et d'une molécule de caséine (en vert). Les gels sont caractérisés par leur domaine de fractionnement (masses molaires des molécules à partir desquelles le passage dans les galeries des billes est impossible). Le domaine de fractionnement du gel utilisé est de 1 000 à 5 000 -1. Justifier l'emploi de ce gel pour séparer les protéines et le lactose du lait. D'après les courbes d'élution, commenter l'efficacité séparative de votre chromatographie. Justifier la réponse. Indiquer si cette méthode chromatographique à un but préparatif ou analytique.
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On obtient des teneurs en protéine de fractions recueillies de et 77% cela signifie que la séparation entre les deux protéines n'est pas complète. Cela, peut-être dû à la qualité du gel ou à des erreurs de mesures. Le rendement étant de 61 on peut dire que nous avons une perte de 39% des protéines que nous avions au départ. Malgré de possibles erreurs de manipulation, on peut penser que le gel utilisé ici n'est pas optimale quant à la séparation de SAB et de Cytochrome c. Conclusion: lors de la séparation de deux protéines différente dans un élange via une chromatographie d'exclusion sur gel de Sephadex. On obseNe, au vu de notre faible rendement que ce gel ne semble pas être bien adapté pour les protéines que nous avons utilisé (SAB et cytochrome c). Afin d'améliorer la résolution de séparation de différentes protéines par chromatographie d'exclusion sur gel il faudrait adapter le domaine de fractionnement de manière plus précise, un domaine de fractionnement plus faible aurait permis que la protéine SAB soit complètement exclue comme le bleu Dextran et on aurait eu des coefficients de partage nuls.
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On a alors comme résultat: un produit rouge de la 4ème à la 11ème fraction et jaune de la 12ème à la 16ème fraction. Les deux et troisième manip du TP consistent à établir la gamme étalon du cytochrome c par dilution d'une solution-mère à 0, 5mg/mL dans différents volumes et mesure d'absorption à 408nm ainsi que la gamme étalon pour le dosage des protéines grâce à une solution de BSA (albumine sérique de boeuf) à 1mg/mL avec du bleu de coomassie (méthode de Marion S. Bradford). La manip suivante consiste à mesurer l'absorbance de nos fractions contenant le cytochrome c (rouge) et celles contenant le dichromate de potassium (jaune). Grâce à la gamme étalon du cytochrome c, on a pu obtenir la quantité de cytochrome c de nos fractions, en mg. On a ensuite dû prélever 20micro litres des fractions 1 à 11 (la dernière contenant les dernières molécules de cytochrome c) et d'y rajouter 1mL de bleu de Coomassie permettant de mettre en évidence la présence des protéines. Avec la gamme étalon du BSA, on a pu obtenir la quantité de protéine pour ces fractions, en micro g. Voilà pour l'aspect pratique du TP mais place aux questions!
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Les plus petites molécules (en vert) pénètrent plus profondément dans les pores. Les solutés sont donc élués dans l'ordre des masses molaires décroissantes. Le matériel est identique à celui de l' HPLC classique. Les détecteurs les plus appropriés sont ceux à barette de diode et ceux à réfractomètre. Les détecteurs UV peuvent également être employés avec le risque que certaines molécules ne soient pas détectées en raison de leur absence de chromophore. La colonne doit être choisie en fonction de la taille des pores et des molécules à analyser. Pour les protéines, on choisit généralement des pores de 300 Armstrong
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Afin d'éliminer les bulles, de l'isosulfate a été rajouté entre ces plaques. Le gel de séparation est moins acide que le gel de concentration. Les mailles sont plus petites étant donné qu'il est fortement concentré en polyacrylamide. Ce gel joue le rôle de tamis, en ralentissant les protéines les plus grosses. B. Le gel de concentration Ce gel a été réalisé en mélangeant une solution de polyacrylamide à 5% (0, 75mL), un tampon de concentration H 1X (à partir d'un tampon initiale 4X) (1, 50mL), le persulfate d'ammonium à 10% (15uL), l'eau (3, 73mL) et enfin le TEMED (5uL). Le tampon de concentration H est composé de Tris HCl à 1, 5M, de SDS à 0, 4% à pH de 6, 8. Le gel a dû être coulé de telle sorte à ne pas faire de bulles à sa surface, afin de ne pas abimer les trous de dépôt. Le peigne fut rajouté afin de créer ces trous de dépôts. 2 sur 6 Le gel de concentration est peu concentré et possède des mailles larges. A un pH de 6, 8, les ions chlorures seront alors chargés et vont permettre, sous l'action du champ électrique de concentrer les protéines en une bande fine.
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